INNOVACIÓN EN EL CONTROL DE LA CALIDAD SEMINAL: FRAGMENTACIÓN DEL ADN EN ESPERMATOZOIDES DE TORO DE LIDIA

IX  Symposium del Toro de Lidia.



INNOVACIóN EN EL CONTROL DE LA
CALIDAD SEMINAL: FRAGMENTACIóN DEL ADN EN ESPERMATOZOIDES DE TORO DE LIDIA



Raquel Posado Ferreras.



Centro de Investigación del Toro de Lidia. Instituto Tecnológico Agrario
de Castilla y León.



INTRODUCCIóN



 



La
tecnificación de la producción bovina en extensivo es esencial para que la ganadería
resulte competitiva frente a otros sistemas de producción y sea de por si,
rentable. Para conseguirlo es imprescindible aprovechar los recursos disponibles
e incrementar las producciones mediante la utilización de técnicas adecuadas
que incidan lo menos posible sobre el sistema de producción.



 



Por
su finalidad productiva, la explotación del ganado de lidia, es una actividad
pecuaria muy diferente de las actividades ganaderas tradicionales, el objetivo
primordial es la “producción de comportamiento” que debe manifestarse, en su
aptitud para la lidia. Otras razas bovinas, como las razas de aptitud
cárnica  necesitan sin embargo, de una
tecnificación de la producción en extensivo para que la ganadería resulte
competitiva frente a otros sistemas de producción más rentables.



 



En
el toro bravo, la selección no busca una sola cualidad, sino un conjunto de
ellas. Una vez conseguidas, buscaríamos lo que llamaría cantidad, entendiendo
por esta el tamaño, constitución y otras cualidades, seleccionando los padres,
los sementales que mejor puedan proporcionarlos, pero, de nada sirven todas
estas características si los animales seleccionados presentan bajas tasas de
concepción.



 



Por
tanto consideramos  necesario implementar
en las ganaderías de lidia nuevas tecnologías en todos los aspectos  de  su producción
(alimentación, manejo, sanidad, genética…) 
aunque, en este caso, nos vamos a referir únicamente a las mejoras que
pueden alcanzarse  con las actuaciones
reproductivas.



 





Fig. Ganadería de lidia.



 



 



EL SEMENTAL



 



Actualmente
la elección de reproductores, sigue una serie de pautas marcadas por la
tradición tanto para hembras como para los machos y es en estos últimos, dónde
se ejerce una mayor presión de selección.



 



Los
sementales son la mejor arma que poseen los ganaderos para mejorar la bravura
de sus animales, ya que su incidencia en la procreación de la manada es mucho
mayor que la de las hembras. Mientras una vaca no deja más allá de 12 – 15
crías a lo largo de su vida, un semental que permanezca en servicio hasta los
15 o más años, podría ser padre de hasta 500 animales. Por eso, se dice que un
semental puede hacer una ganadería. Si además utilizamos herramientas como la
inseminación artificial, poco frecuente en ganado bravo, entonces el número de
hijos potenciales se podría elevar a varios miles. (Purroy, 2003).



 



La
elección de sementales en la raza de lidia es mucho más complicada  que la de cualquier otra raza de la especie
bovina al no basarse en parámetros cuantificables:



Se
realiza una primera valoración, basada en una selección genealógica, el
ganadero somete a los futuros sementales a un drástico y excluyente filtro
genealógico.



Durante
la selección morfológica, los ejemplares deben superar los patrones
morfológicos y zootécnicos que definen el encaste o encastes dominantes en cada
ganadería;



Por
último la selección funcional, que se basa en la prueba de la tienta; donde se evalúa la bravura de las reses, a la
edad de erales o utreros, aunque en cualquier caso el estado corporal y
fortaleza de las reses indica cuál es el momento adecuado para esta prueba.



 



Pero
debemos recordar que el mérito genético y la calidad de la lidia no guardan
relación alguna con la capacidad reproductiva del animal. Un toro puede poseer
una ascendencia excelente, haber tenido un buen comportamiento en la tienta o
ser indultado en una plaza de toros y no ser capaz de fecundar a las hembras,
lo que repercute directamente en la economía de la ganadería.



 



Los
sementales en prueba, que han superado la prueba de bravura en la tienta,
posteriormente son sometidos a otra prueba, la valoración del comportamiento de
sus descendientes durante la tienta. , para ello se les asigna un lote pequeño
de vacas que será mantenido en un cercado específico con el fin de comprobar su
fertilidad y aptitudes para la monta. Será preciso esperar casi tres años hasta
que las hijas sean  tentadas. Si resultan
bravas el semental será aprobado definitivamente, de lo contrario  podrá ser vendido para festejos de calles o
será enviado directamente al matadero.



 



Es
un proceso lento en el tiempo y complica el manejo reproductivo de modo
innecesario siendo imposible aprovechar al máximo el potencial genético de
estos animales, por ello un dato de gran importancia a conocer, de un toro de
lidia es su capacidad fecundante.



 





Fig. El semental de una ganadería de
lidia de la provincia de Salamanca.



 



Para
conocer, la valoración de la fertilidad del semental, es necesario  realizar  un reconocimiento físico previo de la
integridad, y el buen funcionamiento de su aparato reproductor, la normalidad
anatómica y funcional de las gónadas y sus envolturas, de las glándulas
reproductivas accesorias y genitales y posteriormente una colecta del semen,
así como, exámenes y pruebas laboratoriales que evalúen su  fertilidad.



 



En
el caso concreto del toro de lidia la alta variación presente en la calidad
seminal, ha sido atribuida al proceso de selección de sementales, en la que
priman las características comportamentales y morfológicas del individuo, sobre
su potencial fértil. No cabe duda que realizar una evaluación previa de
fertilidad a todos los novillos destinados a sementales, es un método objetivo
y práctico para predecir el rendimiento reproductivo. Si se realizara de un
modo rutinario en las explotaciones de lidia podríamos evitar un gran número de
problemas asociados a la infertilidad.



 



EL EYACULADO



 



Un
eyaculado común de semen de toro, puede contener más de cinco mil millones de
espermatozoides. (González, E. 2007) Las células espermáticas son el resultado
de la transformación de “Células madre” especiales en cada testículo. La
división final que produce esperma nuevo, es una clase de división celular
llamada, meiosis, que reduce a la
mitad, el número de cromosomas, son células haploides (dotadas con la mitad de
cromosomas de la especie) y terminalmente diferenciadas, que deben sobrevivir
en el tracto reproductor de la hembra sin maquinaria sintética para realizar
los procesos de trascripción y traducción. De acuerdo al tipo de cromatina
sexual se identifican los gametos que portan los cromosomas X y los cromosomas Y.



 





Fig. Esquema de un espermatozoide.



 



Los
espermatozoides son sometidos a un estrés físico, tanto en la eyaculación como
durante las contracciones del oviducto y deben ser capaces de soportar daños
oxidativos para mantener la fecundidad (Suárez y Pacey, 2006), también son
considerados organismos extraños en el oviducto 
teniendo que combatir con éxito, el sistema inmune de la hembra, que los
considera organismos infecciosos (Menge y Edwars, 1993).



 



En
la práctica clínica, los métodos tradicionales de análisis del eyaculado, están
basados en la aplicación de una serie de pruebas de ejecución relativamente
simple, con un coste moderado y que van a evaluar el potencial fértil
masculino. Para ello, se realiza un examen macroscópico y microscópico del eyaculado
que consiste en medir el volumen seminal, el pH, la concentración espermática,
la motilidad, la morfología y la vitalidad, entre otras. (Centola y Ginsburg,.
1996). Sin embargo, no revelan alteraciones de la estructura del núcleo
asociados a problemas de fertilidad (Evenson et al., 1994).



 



Hay
que tener en cuenta que hay algunas características del espermatozoide como son,
las aberraciones cromosómicas, los daños en el ADN o las alteraciones de la
estructura de la cromatina, que determinan la inviabilidad en el desarrollo
embrionario aún cuando la fecundación del ovocito se haya producido. (Ballachey
et al., 1987; Evenson et al., 1994)



 



En
el caso del ganado de lidia, como en otras razas bovinas las características
seminales clásicas, analizadas habitualmente en un análisis rutinario pueden
presentar valores semejantes entre individuos, pero posteriormente se ha comprobado,
que  pueden presentar importantes
variaciones en la fertilidad individual. Por lo tanto, no podemos basar,
nuestro diagnóstico sobre fertilidad masculina, en un análisis seminal básico,
pues la existencia de daños en el ADN espermático, puede ser indicativo, de
baja fertilidad masculina, independientemente del resto de parámetros
seminales. (Sakkas y Tomlinson, 2000.)



 



EL NúCLEO DEL ESPERMATOZOIDE



 



La
cabeza del espermatozoide es una estructura 
celular única que consiste casi completamente en un núcleo muy pequeño
con citoplasma circundante. El núcleo está compuesto de dos componentes
principales, la cromatina y la matriz nuclear. (Fuentes-Mascorro et al. 2000).



 



La
cromatina del espermatozoide es una estructura sumamente organizada y compacta,
que consiste en ADN y nucleoproteínas heterogéneas (Ward y Zalensky, 1996)
. Esta
organización permite un empaquetamiento muy rígido de la información genética
que va a ser transmitida a la próxima generación,
necesaria para que se produzca la réplica apropiada de ADN (Ward y Coffey, 1991). En su estado natural, esta molécula larga de ADN es
discontinua debido a que, en el núcleo de cualquier célula, la información
genética está compartimentalizada en elementos discretos que conocemos como
cromosomas.



 



El
ADN de la célula espermática se compacta durante la espermiogénesis, sufriendo
una serie de alteraciones, necesarias para desarrollar el potencial de
fertilidad y
asegurar que el ADN se liberará, en el seno del óvulo, con las
características físicas y químicas que facilitarán un desarrollo normal del
futuro embrión.



 



En la célula espermática
madura
, el ADN se encuentra
organizado en bucles de menor tamaño, anclados a la matriz nuclear
, unas seis veces mas compactado que en el cromosoma
mitótico,
(Sakkas et al. 2000) con la correspondiente reducción de la estabilidad del
ADN (Evenson et al., 1994).



 



La
estabilización del núcleo espermático sucede durante las
dos últimas
fases de transición de la espermátida durante la espermatogénesis. El núcleo de
la espermátida sufre alteraciones complejas morfológicas, bioquímicas y
fisiológicas, su forma, tamaño y condensación cambian dramáticamente,
resultando una estructura toroidal fuertemente
empaquetada (Brewer, et al. 2003).



 



Durante
el cambio, en la cromatina aparecen roturas endógenas y transitorias en el hilo
de ADN cuya función, parece ser la eliminación del superenrollamiento. Por lo
tanto, el ADN nuclear presenta una serie de discontinuidades, equivalentes a
roturas de cadena simple o doble. (Evenson et al., 2002), o “roturas
biológicamente correctas”. Aquellas roturas serán reparadas durante la
maduración del esperma mediante mecanismos de formación y reparación todavía
desconocidos (Marcon y Boissonneault, 2004)



 



Sin
embargo, una vez que el espermatozoide alcanza la madurez, la reparación del
daño en el ADN ya no será posible (Dadoune, 2003) las roturas de doble cadena
que se producen y persisten en el ADN son fuertes condicionantes de la
estabilidad de los cromosomas en las siguientes divisiones celulares y si éstas
se presentan en los espermatozoides, pueden ser trasmitidas en el momento de la
fecundación.



 



Una
vez que se produce la penetración en el oocito, éste debe remodelar la
cromatina condensada del espermatozoide en su forma activa y accesible. Este
nuevo cambio en la cromatina, implica un proceso estricto, secuencial. El  proceso de descondensación de la cromatina
terminará una vez que se produzca correctamente el superenrollamiento del ADN.



 



La
capacidad funcional del espermatozoide incluye, por tanto, una correcta
condensación durante la espermiogénesis, la estabilización de la cromatina
durante la maduración espermática epididimaria y después de la penetración
dentro del ovocito, la descondensación cronometrada correctamente en la
fecundación.



 



FRAGMENTACIóN DEL ADN ESPERMáTICO



 



El análisis de la estructura
de la cromatina espermática ha experimentado un enorme avance, principalmente
asociado a los problemas de infertilidad en humana;
de hecho,
la
fragmentación del ADN de los espermatozoides no tiene correlación con los
parámetros clásicos de calidad seminal
(Evenson,
1983).



 



Se ha podido comprender la
infertilidad de individuos con seminogramas normales en el hombre (Shafik, et
al., 2006). Se ha relacionado que,
altos niveles de fragmentación en los espermatozoides del eyaculado afecta a
la
fertilización del oocito, la calidad del embrión, el desarrollo hasta
blastocisto, la implantación del embrión (
Muriel
et al., 2006) o un pobre desarrollo del mismo. (Januskauskas, et al., 2003). Por
tanto, puede ser la causa de pérdidas embrionarias
tempranas debidos a un desarrollo anormal.  (Virro et al., 2004).



 



El grupo del Dr. Evenson et
al, en 1999 estableció que el hombre con un porcentaje de fragmentación en su ADN de alrededor de un 30% o
superior, presentaría problemas
de fertilidad, debido al “Efecto iceberg”: si bien el 27% de los
espermatozoides tienen fragmentado en mayor o menor grado su ADN (Daño
primario), el 73% restante tienen un tipo de daño (Daño secundario) que no se mide
("daño oculto") y que es incompatible con el desarrollo de un
embarazo a término. Agarwal y Allamaneni, en 2004, concluyen que el esperma que
contiene información genética dañada se relaciona con el fracaso del
embarazo. 



 



En el caso de animales,
este nivel no está tan definido, ya que los estudios realizados suponen un
volumen mucho menor de muestras.



En
el año 1987, Ballachey et al, correlaciona las alteraciones de la cromatina
con, la infertilidad en el toro, otros
resultados muy preliminares
en la especie bovina (Karabinus et al., 1990) caprina (Sailer et al., 1995
), y porcina (Rybar et al., 2004), parecen
demostrar una correlación entre la tasa de fragmentación y la disminución de
fertilidad en estas especies.
En concreto,
en el ganado bovino y porcino se ha propuesto que aquellos individuos que
muestren valores por debajo de un 15-20 % de nivel de fragmentación del ADN, no
experimentarían retrocesos apreciables en la fertilidad (Rybar et al., 2004). En
los sementales equinos, los parámetros más útiles para predecir la capacidad de
fertilización, son la morfología del esperma y la integridad de la cromatina (Morrel
et al., 2008).
En situaciones in vivo de
los verracos,  la probabilidad de que el
espermatozoide con cromatina inestable alcance el huevo y lo fertilice, es
baja. (Ardón et al., 2008).



 























(a))




 







Fig. Espermatozoides de toro de lidia.(a)
Espermatozoide con el ADN fragmentado.



 



Análisis
experimentales en el que se ha empleado la fecundación “in vitro”
utilizando  espermatozoides de toro
dañados en su ADN, utilizando radiación gamma (10 Gy) se observó que presentaban
normalidad en la unión a la zona pelúcida del ovocito, y las tasas de oocitos
fertilizados, permanecieron normales
. Sin embargo, los embriones obtenidos
murieron por apoptosis durante la etapa 4-a 8 células, posiblemente debido a la
expresión del ADN aberrante en el embrión
.
(Silva et al, 2006).



 



El
análisis de fragmentación del ADN en el esperma del toro de Lidia es un
parámetro de calidad seminal no estudiado en esta raza. Por ello, nos
planteamos en este trabajo poner de relevancia la importancia que tiene en la
valoración seminal el análisis de la fragmentación del ADN o índice de
fragmentación (IF). Este valor es determinante de la fertilidad y por tanto debe
ser considerado como un condicionante a la hora de elegir los machos con fines
reproductivos.



 



REFERENCIAS BIBLIOGRáFICAS



 



AGARWAL, A.; ALLAMANENI, S.S. (2004). The effect of sperm DNA damage on assisted reproduction outcomes. A
review. Minerva Ginecol.; 56(3):235-245.



ARDON, F.: HELMS, D.: SAHIN,
E.: BOLLWEIN, H.; TOPFER-PETERSEN, E.; WABERSKI, D. (2008). Chromatin-unstable boar spermatozoa have
little chance of reaching oocytes in vivo. Reproduction.135: 461-470.



BALLACHEY, B.E.; HOHENBOKEN, W.D.;
EVENSON, D.P. (1987) Heterogeneity
of sperm nuclear chromatin structure and its relationship to bull fertility. Biology of Reproduction 36,
915–925.



BREWER, L, CORZETT, M, LAU,
EY, AND BALHORN, R.(2003). Dynamics of Protamine 1 Binding to Single DNA
Molecules. Journal of Biological Chemistry; 278:42403-42408.



CENTOLA, G.M.; GINSBURG, K.A.
(1996).
Evaluation
and Treatment of Infertile Male. Cambridge: Cambrige University Press;



DADOUNE, J.P. (2003).
Expression of mammalian spermatozoal nucleoproteins. Microscopy Research and
Technique; 61:56-75.



EVENSON, D.P. (1983) Rapid
analysis of normal and abnormal cell types in human semen and testis biopsies
by flow cytometry. J. Histochem Cytochem; 31:248–53.



EVENSON, D.P.; THOMPSON, L.;
JOST, L. (1994). Flow cytometric evaluation of boar semen by the the sperm
chromatin strcture assay as related to cryopreservation and fertility.
Theriogenology; 41:637-51.



EVENSON, D.P. (1999). Loss of
livestock breeding efficiency due to uncompensable sperm nuclear defects.
Reprod Fertil Dev.; 11(1):1-15.



EVENSON, D.P.; LARSON, K.L.;
JOST, L.K. (2002). Sperm chromatin structure assay: its clinical use for
detecting sperm DNA fragmentation in male infertility and comparisons with
other techniques. J. Androl.; 23:25-43.



FUENTES-MASCORRO, G.; SERRANO, H.; ROSADO, A.
(2000).
Sperm chromatin. Achives of Andrology; 45:215-225.



GONZáLEZ CAICEDO, E. (2007).Genética Elemental y la
crianza del toro bravo. 2º Ed. Cargraphics. Barcelona.



JANUSKAUSKAS A.; JOHANNISSON
A.; RODRIGUEZ-MARTINEZ H. (2003).
Subtle membrane changes in cryopreserved bull
semen in relation with sperm viability, chromatin structure, and field
fertility. Theriogenology; 60:743-758.



KARABINUS, D.S.; EVENSON,
D.P.; JOST, L.K.; BAER, R.K.; KAPROTH, M.T. (1990). Comparison of semen quality
in young and mature Holstein bulls measured by
light microscopy and flow cytometry. J. Dairy Sci.; 73(9):2364-71.



MARCON, L.; BOISSONNEAULT, G.
(2004). Transient DNA strand breaks during mouse and human spermiogenesis new
insights in stage specificity and link to chromatin remodeling. Biol. Reprod.;
70(4):910-918.



MENGUE, A.C.; EDWARS, R.C.
(1993). Mucosal inmunity of the reproductive tract and infertility. In Zak,
R.T. (Ed) inmunology of reproduction CRC Press, Boca Raton, FL,
19-36.



MORRELL, J.M.; JOHANNISSON,
A.; DALIN, A.M.; HAMMAR, L.; SANDEBERT, T.; RODRíGUEZ-MARTíNEZ, H. (2008) Sperm morphology and chromatin integrity in
Swedish warmblood stallions and their relationship to pregnancy rates. Acta Veterinaria Scandinavica, 50:2.



MURIEL , N . GARRIDO , J .
FERNáNDEZ , J .
REMOHí , A . PELLICER , M
. DE LOS SANTOS , M .
MESEGUER (2006) Value of the sperm deoxyribonucleic acid fragmentation level, as measured
by the sperm chromatin dispersion test, in the outcome of in vitro
fertilization and intracytoplasmic sperm injection .  Fertility
and Sterility , Volume 85 , Issue 2 Pages 371 - 383 L .



PURROY,
A. (2003). Comportamiento del Toro de Lidia. En el campo, en el Ruedo” Ed.
Universidad Pública de Navarra. Pamplona.



RYBAR,
R.; FALDIKOVA, L.; FALDYNA, M.; MACHATCOVA, M.; RUBES, J. (2004).
Bull and boar sperm
DNA integrity evaluated by sperm chromatin structure assay in the Czech
Republic.Vet. Med.; 49:1-8.



SAILER, B.L.; JOST, L.K.;
ERICKSON, K.R.; TAJIRAN, M.A.; EVENSON, D.P. (1995). Effects of X-irradiation
on mouse testicular cells and sperm chromatin structure. Environ Mol Mutagen;
25(1):23-30.



SAKKAS, D.; TOMLINSON, M.
(2000). Assessment of sperm competence. Semin. Reprod. Med.; 18:133-9.



SHAFIK, A.; SHAFIK, A.A.;
SHAFIK, I.; EL SIBAI, O. (2006) Sperm DNA
fragmentation. Arch. Androl.; 52:197-208.



SILVA, P.F.N.; GADELLA, B.M.
(2006) Detection of damage in mammalian sperm cells. Theriogenology; 65:958-78.



SUAREZ, S.S.; PACEY, A.A.Sperm
transport in the female reproductive tract. Hum. Reprod. Update.12:23-37.



VIRRO, M.R.; LARSON-COOK,
K.L.; EVENSON, D.P. (2004). Sperm chromatin structure assay (SCSA) parameters
are related to fertilization, blastocyst development, and ongoing pregnancy in
in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection cycles. Fertil.
Steril.; 81:1289-1295.



WARD, W.S.; COFFEY, D.S.
(1991). DNA packaging and organization in the mammalian spermatozoa: comparison
with somatic cells. Biol Reprod.; 44(4):569-574.



WARD, W.S.; ZALENSKY, A.O.
(1996). The unique, complex organization of the transcriptionally silent sperm
chromatin. Crit. Rev. Eukaryot. Gene. Expr.; 6(2-3):139-147.